Komórki H9c2 wysiano w 3 x 105 / studzienkę w sześcio-studzienkowych płytkach do hodowli tkankowej i traktowano EPO (0,4 lub 10 U / ml) lub nośnikiem przez 24 godziny przed rozpoczęciem traktowania H2O2 (200. M) w DMEM bez glukozy i FBS. Po 22 godzinach traktowania H2O2, adherentne komórki utrwalono 4% paraformaldehydem, a jądra wybarwiono barwnikiem Hoechst 33258 w celu wizualizacji zmian morfologicznych za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej. Alternatywnie, podobne gęstości komórek H9c2 wysiewano na 12-studzienkowe płytki przy 75% konfluencji. Doświadczalne dołki otrzymywały EPO (8 U / ml), PD98059 (5 ug / ml), wortmaninę (500 nM) i ich kombinacje w pożywce hodowlanej. Wszystkie płytki poddano 12 godzinnej anoksji (95% N2, 5% CO2), a następnie utrwalono i zabarwiono jak opisano powyżej. Śmierć komórek apoptotycznych określono przez jasne zabarwienie skondensowanych jąder lub dyskretnych, fragmentowanych jąder (21). Indukcja MI. Zwierzętami stosowanymi w tym badaniu in vivo były dorosłe samce królika nowozelandzkiego (2,5. 3,5 kg), a wszystkie procedury przeprowadzono zgodnie z regulacjami przyjętymi przez NIH i zatwierdzonymi przez Komitet Dochodzeniowo-Użytkowy na Uniwersytecie Duke a. MI indukowano w znieczulonych królikach lewą torakotomią i podwiązano gałąź lewej tętnicy wieńcowej okrężnicy (LCx), jak opisano poprzednio (22). Króliki poddawano sedacji mieszaniną ketaminy (30 mg / kg) i acepromazyny (0,05 mg / kg), intubowano i wentylowano mechanicznie. Znieczulenie wziewne (izofluran) miareczkowano, aby utrzymać brak odruchów pedałowych i rogówkowych. Zwierzęta były przed zabiegiem randomizowanym, aby otrzymać pojedynczą dawkę EPO (5000 000 / kg, Amgen Inc., Thousand Oaks, Kalifornia, USA) (n = 12) lub normalnej soli fizjologicznej (3 ml) (n = 11) przez technika zwierzęcego w czasie MI. Zwierzęta pozorowane (n = 5) przeszedł torakotomię, w której LCx był zakreślony kołowrotkiem, ale nie był zatkany. Króliki uśmiercono w dniu pooperacyjnym 4, a ich serca zebrano w celu oceny ilościowej zawału. Rozmiar zawału, jako procent lewej komory (LV) i masy przegrody, określono ilościowo, stosując barwienie chlorkiem trifenylotetrazolu (TTC), jak opisano poprzednio (23). Naprawione sekcje serca zostały umieszczone na uchwycie kamery w celu ustandaryzowania odległości między kamerami a fotografiami cyfrowymi. Przy użyciu powiększonych projekcji granica zabarwionych obszarów na każdym plastrze została oślepiona, a do oceny ilościowej martwego mięśnia sercowego w porównaniu z prawidłowym mięśnia sercowego zastosowano Adobe Photoshop 6.0 (Adobe Systems Inc., San Jose, Kalifornia, USA). Ocena obszaru zagrożonego. Króliki znieczulono i poddano torakotomii, jak opisano powyżej. Króliki poddawano antykoagulacji za pomocą dożylnej heparyny (70 U / kg), a następnie 30 minut okluzji LCx. W sposób losowy króliki otrzymywały EPO (5000 U / kg) (n = 5) lub równoważną objętość normalnego roztworu soli (n = 5) po zamknięciu LCx przez żyłę ucha obwodowego. Na początku reperfuzji, ścieg znakujący pozostawiono w miejscu okluzji, a w dniu 3 zwierzęta uśmiercono i zebrano ich serca. Obszar LV zagrożony uszkodzeniem niedokrwiennym zabarwiono zgodnie z opisem (23, 24), stosując barwienie TTC, a następnie barwienie kontrastowe pthalo blue po okluzji w poprzednim miejscu ligacji za pomocą ściegu znakującego. Następnie serce wycięto, pocięto na pięć lub sześć plasterków poprzecznych o grubości 2 mm, utrwalono i sfotografowano zgodnie z opisem (23). Łączne ciężary obszaru ryzyka i obszaru martwicy były następnie obliczane na ślepo i wyrażane jako procent całkowitej masy LV. TUNEL. W podgrupie zwierząt wybranych do oceny TUNEL in vivo, zwierzęta były traktowane 1000 I / kg EPO (n = 4) lub normalną solą fizjologiczną (n = 4) 24 godziny przed ligacją LCx i przeżywały przez 6 godzin
[więcej w: avr simulator, numer statystyczny choroby, młody jęczmień zielony ]
